一、引言

二、材料與方法

（一）細胞系與試劑

1. 細胞系
   本實驗選用常用的哺乳動物細胞系，如 HeLa 細胞（人宮頸癌細胞系）和 HEK293 細胞（人胚腎細胞系）作為基因轉(zhuǎn)移的受體細胞。這些細胞系具有生長迅速、易于培養(yǎng)和轉(zhuǎn)染等優(yōu)點，廣泛應用于基因轉(zhuǎn)移研究領域。

2. 試劑

• 用于基因轉(zhuǎn)移的載體包括質(zhì)粒 DNA（如綠色熒光蛋白（GFP）表達質(zhì)粒）和病毒載體（如慢病毒載體），均購自生物試劑公司。

• 轉(zhuǎn)染試劑選用脂質(zhì)體轉(zhuǎn)染試劑 Lipofectamine 2000，按照生產(chǎn)廠家提供的說明書進行操作。

• 熒光染料包括可特異性標記細胞膜的 DiI 染料（用于區(qū)分活細胞與死細胞）以及與外源基因表達產(chǎn)物特異性結合的熒光抗體（如抗 GFP 熒光抗體）。這些熒光染料均具有良好的光穩(wěn)定性和熒光特性，能夠滿足流式細胞術檢測的要求。

（二）基因轉(zhuǎn)移實驗

1. 細胞培養(yǎng)
   將 HeLa 細胞和 HEK293 細胞分別接種于含有 10% 胎牛血清、1% 青霉素 - 鏈霉素的 DMEM 培養(yǎng)基中，在 37°C、5% CO? 的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)至對數(shù)生長期。

2. 轉(zhuǎn)染操作

• 對于質(zhì)粒 DNA 轉(zhuǎn)染，將適量的質(zhì)粒 DNA（如 GFP 表達質(zhì)粒）與 Lipofectamine 2000 轉(zhuǎn)染試劑按照一定比例混合，在無血清培養(yǎng)基中孵育形成轉(zhuǎn)染復合物。然后將轉(zhuǎn)染復合物加入到細胞培養(yǎng)皿中，輕輕混勻，繼續(xù)培養(yǎng)一定時間（通常為 24 - 48 小時）。

• 對于病毒載體轉(zhuǎn)導，將慢病毒載體與適量的病毒包裝輔助質(zhì)粒共轉(zhuǎn)染到包裝細胞系（如 293T 細胞）中，收集病毒上清液并濃縮。將濃縮后的病毒液按照一定的感染復數(shù)（MOI）加入到目標細胞培養(yǎng)皿中，同時加入聚凝胺以增強病毒感染效率，培養(yǎng) 48 - 72 小時后進行檢測。

（三）流式細胞術檢測

1. 細胞樣本制備

• 在轉(zhuǎn)染或轉(zhuǎn)導后的不同時間點，收集細胞，用預冷的 PBS 緩沖液洗滌細胞兩次，以去除培養(yǎng)基中的雜質(zhì)和未轉(zhuǎn)染的質(zhì)?；虿《绢w粒。

• 將細胞重懸于適量的 PBS 緩沖液中，加入 DiI 染料，按照 1:1000 的比例稀釋，在 4°C 下避光孵育 15 - 30 分鐘，以標記細胞膜。然后用 PBS 緩沖液再次洗滌細胞，去除未結合的 DiI 染料。

• 對于表達 GFP 的細胞，直接將細胞懸液進行流式細胞儀檢測；對于其他外源基因表達的細胞，加入相應的熒光抗體，按照 1:500 的比例稀釋，在 4°C 下避光孵育 30 - 60 分鐘，然后用 PBS 緩沖液洗滌細胞，去除未結合的熒光抗體。

2. 流式細胞儀檢測參數(shù)設置

• 使用 FACSVerse 流式細胞儀（BD Biosciences）進行檢測。首先，通過前向散射光（FSC）和側(cè)向散射光（SSC）對細胞群體進行初步篩選，排除細胞碎片和聚集物。

• 設置 DiI 染料的熒光檢測通道（如 FL3 通道），檢測細胞膜的熒光信號，以區(qū)分活細胞與死細胞。對于 GFP 或其他熒光標記的外源基因表達產(chǎn)物，分別設置相應的熒光檢測通道（如 FL1 通道用于 GFP），調(diào)整合適的電壓和補償參數(shù)，以確保能夠準確檢測到熒光信號并排除背景干擾。

• 采用雙參數(shù)或多參數(shù)分析模式，同時檢測細胞的熒光強度和細胞數(shù)量，以獲取細胞群體中不同熒光強度亞群的分布情況。

（四）數(shù)據(jù)統(tǒng)計分析

1. 數(shù)據(jù)采集
   使用流式細胞儀配套的軟件（如 BD FACSDiva 軟件）采集細胞的熒光信號數(shù)據(jù)，包括每個細胞的熒光強度、細胞數(shù)量以及不同熒光通道之間的相關性等信息。

2. 數(shù)據(jù)分析

• 將采集到的數(shù)據(jù)導入到專業(yè)的數(shù)據(jù)分析軟件（如 FlowJo）中進行進一步分析。首先，通過繪制熒光強度直方圖，確定熒光陽性細胞的比例，即表達外源基因的細胞占總細胞數(shù)的百分比，作為基因轉(zhuǎn)移效率的初步評估指標。

• 采用雙變量或多變量分析方法，分析不同熒光通道之間的相關性，例如 DiI 與 GFP 熒光強度之間的關系，以排除非特異性熒光信號的干擾，提高檢測的準確性。

• 對于多組實驗數(shù)據(jù)，采用統(tǒng)計學分析方法（如 t 檢驗或方差分析）比較不同實驗組之間基因轉(zhuǎn)移效率的差異，以評估不同轉(zhuǎn)染或轉(zhuǎn)導條件對基因轉(zhuǎn)移效率的影響。

三、結果

（一）細胞活率與膜標記

（二）基因轉(zhuǎn)移效率檢測

1. 質(zhì)粒 DNA 轉(zhuǎn)染
   以 GFP 表達質(zhì)粒轉(zhuǎn)染 HeLa 細胞和 HEK293 細胞為例，在轉(zhuǎn)染 24 小時后，通過流式細胞術檢測到表達 GFP 的細胞群體。在 HeLa 細胞中，GFP 陽性細胞比例約為 30% - 40%，而在 HEK293 細胞中，GFP 陽性細胞比例相對較高，可達 50% - 60%。隨著轉(zhuǎn)染時間的延長至 48 小時，GFP 陽性細胞比例在兩種細胞系中均有所增加，表明基因表達水平逐漸升高。

2. 病毒載體轉(zhuǎn)導
   使用慢病毒載體轉(zhuǎn)導 HeLa 細胞和 HEK293 細胞時，在轉(zhuǎn)導 48 小時后即可檢測到較高比例的外源基因表達細胞。以某一特定外源基因（非 GFP）為例，通過熒光抗體標記后，在 HeLa 細胞中，該外源基因陽性細胞比例約為 40% - 50%，在 HEK293 細胞中可達 60% - 70%。與質(zhì)粒 DNA 轉(zhuǎn)染相比，病毒載體轉(zhuǎn)導在基因轉(zhuǎn)移效率方面表現(xiàn)出更高的效率和更穩(wěn)定的表達水平。

（三）檢測方法的準確性與靈敏度

1. 準確性驗證
   為了驗證新型流式細胞術檢測方法的準確性，將本方法與傳統(tǒng)的 qPCR 方法進行對比。在對同一批轉(zhuǎn)染細胞樣本進行檢測時，兩種方法所測得的基因轉(zhuǎn)移效率結果具有良好的相關性（R2 > 0.9）。然而，本方法能夠直接反映細胞水平的基因表達情況，而 qPCR 方法檢測的是基因轉(zhuǎn)錄水平，可能存在轉(zhuǎn)錄后調(diào)控等因素導致的差異。

2. 靈敏度評估
   通過對低表達水平的外源基因進行檢測，評估新型流式細胞術檢測方法的靈敏度。結果表明，該方法能夠檢測到低至 1% - 2% 的熒光陽性細胞，明顯優(yōu)于傳統(tǒng)流式細胞術檢測方法（通常低檢測限為 5% - 10%），能夠更靈敏地檢測到低表達水平的基因轉(zhuǎn)移事件。

（四）不同轉(zhuǎn)染 / 轉(zhuǎn)導條件的影響

1. 轉(zhuǎn)染試劑濃度
   在質(zhì)粒 DNA 轉(zhuǎn)染實驗中，研究了不同濃度的 Lipofectamine 2000 轉(zhuǎn)染試劑對基因轉(zhuǎn)移效率的影響。結果顯示，隨著轉(zhuǎn)染試劑濃度的增加，基因轉(zhuǎn)移效率呈現(xiàn)先上升后趨于平穩(wěn)的趨勢。當轉(zhuǎn)染試劑濃度過高時，可能會對細胞產(chǎn)生毒性作用，導致細胞死亡和基因轉(zhuǎn)移效率下降。

2. 病毒感染復數(shù)（MOI）
   在病毒載體轉(zhuǎn)導實驗中，改變慢病毒載體的 MOI 值，觀察其對基因轉(zhuǎn)移效率的影響。隨著 MOI 值的增加，外源基因陽性細胞比例逐漸升高，但當 MOI 值過高時，可能會出現(xiàn)病毒載體的過度感染，導致細胞狀態(tài)異常和基因表達不穩(wěn)定。

四、討論

（一）多參數(shù)分析

（二）高靈敏度

（三）高通量檢測